ВОЗБУДИТЕЛЬ ТУБЕРКУЛЕЗА, СТРОЕНИЕ, ИЗМЕНЧИВОСТЬ МИКОБАКТЕРИЙ ТУБЕРКУЛЕЗА 11 страница

Определение спектра и степени чувствительности микобактерии туберкулеза к противотуберкулезным препаратам имеет важное зна­чение для тактики химиотерапии больных, контроля за эффектив­ностью лечения и определения прогноза заболевания. Степень ле­карственной чувствительности микобактерии туберкулеза определя­ется в соответствии с установленными критериями, которые зависят как от противотуберкулезной активности лекарственного препарата, так и его концентрации в очаге поражения, величины максимальной терапевтической дозы, фармакокинетики препарата и др.

Определение лекарственной чувствительности в настоящее вре­мя проводится бактериологическими методами — методом разве­дений на плотной питательной среде и методом разведений (или абсолютных концентраций) на жидких питательных средах. Име­ется много модификаций обоих методов. В качестве унифициро­ванного в России применяют рекомендованный Комитетом по хи­миотерапии ВОЗ метод определения лекарственной чувствитель­ности микобактерии на плотной среде Левенштейна — Йенсена (без крахмала), в которую перед свертыванием добавляют раз­личные концентрации препаратов. Минимальный набор состоит из 2—3 пробирок с разными концентрациями каждого из использу­емых в данной клинике препаратов, одной контрольной пробирки со средой без препарата.

Этот метод достаточно точен. Он позволяет применять патоло­гический материал, содержащий любое количество микобактерии, поскольку для определения лекарственной чувствительности исполь­зуются микобактерии, предварительно выделенные из патологиче­ского материала. Поскольку сроки выделения возбудителя на пи­тательных средах составляют не менее 1—1,5 мес, результаты оп­ределения лекарственной чувствительности указанным методом можно получить не ранее чем через 2—2,5 мес после забора ма­териала. В этом заключается один из основных недостатков метода. Описанный метод определения лекарственной чувствительности ми­кобактерий после выделения их чистой культуры получил название непрямого метода.

При массивном бактериовыделении (не менее 1—5 микобактерии в каждом поле зрения) применяют прямое определение лекарствен­ной чувствительности при выделении возбудителя непосредственно из патологического материала. Для этого используют метод глубин­ного посева и метод культивирования на стеклах в жидких пита­тельных средах. Эти методы более трудоемки, требуют дополни­тельного приготовления мазков, окраски и микроскопирования по­следних и, кроме того, менее точны, так как невозможно дозировать засев микобактерии. Однако результаты можно получить в более короткие сроки (через 12 дней). Практикуется также прямое опре­деление лекарственной устойчивости на плотных средах, в этом случае результаты можно получить через 3 нед.

Лекарственно-чувствительные штаммы дают рост на средах с препаратами в пределах определенной концентрации, различной для каждого препарата. Штаммы, которые растут при соответственно более высоком содержании этих препаратов в питательной среде, относят к лекарственно-устойчивым. Устойчивость определяют по наличию макроскопически видимого роста на плотных и микроско­пического роста — на жидких средах.

Устойчивость данного штамма в целом выражается той макси­мальной концентрацией препарата (количество микрограмм в 1 мл питательной среды), при которой еще наблюдается размножение микобактерии (по числу макроколоний при посеве на плотные среды и микроколоний при посеве на жидкие среды). Лекарственно-ус­тойчивые микроорганизмы способны размножаться при таком со­держании препарата в среде, которое оказывает на чувствительные особи бактериостатическое или бактерицидное воздействие. При оп­ределении лекарственной устойчивости микобактерии на плотных средах культура считается чувствительной к той концентрации пре­парата, которая содержится в среде, если число колоний микобак­терии, выросших на одной пробирке с препаратом, не превышает 20. Только при наличии более 20 колоний культура расценивается как устойчивая.

Для различных препаратов установлена определенная предельная концентрация, при которой еще наблюдается размножение чувст­вительных к этому препарату микобактерии. Границей, или кри­терием устойчивости, называют те первые концентрации препарата в питательной среде, выраженные в микрограммах на 1 мл, при которых начинают размножаться устойчивые особи. Для плотной среды Левенштейна — Йенсена установлены следующие концент­рации (мкг/мл): стрептомицин — 5; изониазид — 1; этионамид — 30; протионамид — 30; циклосерин — 50; канамицин — 30; фло-римицин (виомицин) — 30; тиоацетазон (тибон) — 2; этамбутол — 2; рифампицин — 20.

Наряду с анализом лекарственной чувствительности все выде­ленные при посеве медленно растущие штаммы микобактерии под­лежат первичной идентификации для определения их видовой при­надлежности <М. tuberculosis, М. bovis, М. africanum, М. microti), так как принадлежность возбудителя к тому или иному виду существенно влияет на тактику химиотерапии, прогноз заболевания и др. Одним из основных лабораторных тестов, позволяющих дифференцировать М. tuberculosis и М. bovis и микобактерии всех других видов, служит ниациновый тест. Он основан на уникальной способности микобак­терии человеческого типа синтезировать ниацин (никотиновую кис­лоту) в значительно больших количествах, чем микобактерии бычь­его типа и нетуберкулезные микобактерии.

В случае выделения нетуберкулезных (атипичных) микобакте­рии, как медленно, так и быстро растущих, необходимо прежде всего правильно оценить их роль в заболевании, а затем иденти­фицировать их. Для установления диагноза микобактериоза надо многократно повторно выделить один и тот же вид микобактерии. Все туберкулезные микобактерии подлежат специальному изучению с помощью бактериологических и биохимических методов иденти­фикации. Порядок и основные методы идентификации определены приказом МЗ СССР № 558 от 8 июня 1978 г. «Об унификации микробиологических методов исследования при туберкулезе», а так­же изложены в методических рекомендациях «Бактериологическая и биохимическая идентификация микобактерии» (Л., 1980).

Биологическая проба. При отрицательных результатах бактери­оскопии и посева материала, исследуемого на микобактерии тубер­кулеза, если все же подозревается туберкулез, ставят опыты на животных (так называемая биологическая проба). Это наиболее чувствительный метод выявления возбудителя туберкулеза. Самым чувствительным к туберкулезной инфекции лабораторным живот­ным является морская свинка. Считается, что заражение морской свинки позволяет диагностировать туберкулез даже при наличии в материале, использованном для заражения, 1—5 микробных клеток.

Биологический метод широко применяется в диагностике тубер­кулеза со времени открытия возбудителя этой инфекции. Он не потерял своей ценности и в настоящее время. Более того, сейчас этот метод с успехом применяется для выявления не только типич­ных неизмененных, но и разнообразных биологически измененных форм возбудителя, в частности L-трансформированных и фильтру­ющихся форм. Кроме того, этот метод является основным при определении видовой принадлежности микобактерии, их вирулент­ности, изучении патогенное™ атипичных культур. Он широко ис­пользуется для воспроизведения туберкулеза отдельных органов, исследования аллергических реакций, иммунитета и эффективности химиотерапии при туберкулезе. В последние годы метод применяется при проведении биологических пассажей в процессе изучения био­логически измененных форм возбудителя в целях получения био­логической реверсии.

При любом методе заражения морских свинок микобактериями туберкулеза у животных развивается генерализованный туберку­лезный процесс, заканчивающийся гибелью. Однако следует иметь в виду, что возбудители туберкулеза, устойчивые к препаратам изоникотиновой кислоты, вследствие снижения или потери виру­лентности могут не вызывать заболевание у морских свинок и дать отрицательные результаты биологической пробы при одновременном наличии роста на питательных средах при посеве. Это обстоятельство диктует необходимость дифференцированного подхода к результатам биологической пробы и одновременного использования метода посева при проведении заражения животного в диагностических целях.

Для повышения частоты обнаружения микобактерии туберкулеза в патологическом материале многие авторы используют, помимо подкожного, интратестикулярное заражение. При этом в патологи­ческом материале удается чаще выявлять изониазидоустойчивые слабовирулентные микобактерии. Кроме того, для повышения чув­ствительности биологического метода рекомендуется искусственно снижать естественную резистентность морских свинок ежедневным введением больших доз кортизона (12,5 мг), что позволяет повысить результативность биологической пробы на 15—29% (по данным разных исследователей). Наконец, результативность биологической пробы можно повысить, применяя метод последовательных биоло­гических пассажей. Для этого заражение каждой последующей мор­ской свинки производится гомогенатом органов от предыдущего животного, использованного в биологической пробе. По мере уве­личения числа пассажей нарастает выраженность специфических изменений в органах.

Следует подчеркнуть, что особую ценность биологическая проба представляет для диагностического исследования олигобациллярного материала.

Перед заражением морским свинкам с массой 200—250 г ставят реакцию Манту, вводя 0,02 мл альттуберкулина Коха внутрикожно в наружную поверхность бедра, освобожденную от волосяного покрова; контроль — введение такого же количества бульона в другую лапку. При отрицательной реакции через 48 ч свинку можно брать в опыт. Для заражения в диагностических целях можно использовать различный патологический материал: мокроту, мочу, промывные воды, отделяемое ран и др. Исследуемый ма­териал обычно обрабатывают 3% раствором серной кислоты так же, как и для посева. Затем осадок 2 или (лучше) 3 раза отмывают стерильным изотоническим раствором NaCl и центри­фугируют. Такое отмывание является обязательной процедурой, поскольку при попадании кислоты животному под кожу может развиться некроз. К отмытому осадку добавляют изотонический раствор NaCl и вводят эту смесь под кожу правой паховой области. За свинками проводят систематическое наблюдение, проверяя по­явление местного инфильтрата в месте введения материала, изъ­язвление этого инфильтрата, состояние регионарных лимфатиче­ских узлов и места введения материала; повторно ставят реакцию Манту. То же повторяют через 6 нед и далее. При положительных туберкулиновых пробах и наличии местных изменений свинок забивают через 1—1,5 мес, при отсутствии признаков развиваю­щегося туберкулеза — через 3 мес.

Туберкулиновые пробы при наличии туберкулезного процесса становятся положительными через 2 нед — 1 мес после заражения.

На вскрытии свинок, погибших от туберкулеза, наблюдается картина генерализованного туберкулеза. Если при заражении в ма­териале были слабовирулентные микобактерии туберкулеза, то раз­витие процесса может ограничиться увеличением лимфатических узлов и единичными очажками в органах. Во время вскрытия делают мазки-отпечатки из органов для бактериоскопических исследований. Кроме того, кусочки лимфатических узлов, селезенки, печени и легких вырезают стерильным инструментом, помещают в стериль­ную ступку, гомогенизируют и засевают на плотные питательные среды. Посевы производят обязательно при отсутствии в органах макроскопически видимых изменений туберкулезного характера. Кроме того, в сомнительных случаях проводят гистологическое ис­следование тканей.

Для оценки распространенности и характера туберкулезного по­ражения у морских свинок предложено несколько схем учета мак­роскопических изменений в органах. Наибольшее распространение в нашей стране получили схемы, разработанные М. В. Триус и Ю. К. Вейсфейлером. По этим схемам специфические изменения в органах и лимфатических узлах оцениваются в зависимости от степени их выраженности плюсами, которые затем переводятся в цифровые показатели.

Микробиологическая диагностика L-трансформированных и фильтрующихся вариантов микобактерии. Все изложенное выше касается разнообразных методов выявления и идентификации клас­сических бактериальных форм возбудителя туберкулеза, не учиты­вая многообразные формы, возникшие в результате морфологиче­ской, тинкториальной и биологической изменчивости микобактерии.

В настоящее время традиционные методы выделения микобак­терии туберкулеза все меньше удовлетворяют нужды клиники, так как информативность микробиологических исследований явно недо­статочна. Применяемые методы малоэффективны и не позволяют составить представление об истинном состоянии микобактериальной популяции, вегетирующей в организме больного. Это объясняется, с одной стороны, недостаточной чувствительностью ряда методов, а с другой (в значительно большей степени), тем, что большинство таких методов не позволяет выявить возбудитель, находящийся в L-трансформированном состоянии.

L-трансформация — закономерный этап жизненного цикла ми­кобактерии. L-формы — это варианты бактерий с дефектом кле­точной стенки. Им придают особое значение в патологии человека и животных в связи с их способностью длительно существовать в макроорганизме и реверсировать в исходный вид с восстановлением свойственной ему вирулентности. Возможность попеременного или одновременного существования возбудителя в бактериальной и L-форме не только значительно затрудняет диагностику, но и влияет на развитие эпидемического процесса, создавая ложное впечатление об абациллировании источников и стерилизации очагов инфекции.

Таким образом, результаты бактериологических исследований, рассчитанных на выделение только бактериальных форм возбудителя, не могут служить основанием для исключения туберкулезной инфек­ции и должны дополняться данными, полученными специальными ме­тодами, которые направлены на выявление L-форм микобактерии. По­следние, как известно, являются закономерно существующей формой возбудителя при разных клинических проявлениях туберкулезного процесса, а также основной формой персистирования микобактерии.

Установлено, что L-трансформация микобактерии закономерна и при использовании специальных методов исследования она может быть выявлена. Из-за биологических особенностей L-форм, для ко­торых характерны резко измененная морфология бактериальных клеток и сниженный метаболизм, выделение их требует специальных методов культивирования и идентификации. L-формы могут обна­руживаться в виде гигантских зернистых тел, скоплений различных по размеру, гомогенности и оптической плотности шаров, гранул, сферопластоподобных образований, светопреломляющих тел и др. L-фсрмы и близкие к ним варианты возбудителя туберкулеза ха­рактеризуются повышенной хрупкостью и требуют применения осо­бых методов выделения и условий культивирования: щадящих ме­тодов обработки материала, элективных питательных сред, наличия нативных белков и осмотических стабилизаторов.

L-формы выделяются преимущественно у больных, недавно пре­кративших выделять бактериальные формы. У данного контингента больных с сохранившимися полостями деструкции и воспалитель­ными изменениями в легочной ткани выделение L-форм продолжа­ется еще в течение 3—4 мес и более после прекращения выделения бактериальных форм. Таким образом, целенаправленные поиски L-форм микобактерии показаны у больных, не выделявших или прекративших выделять бактериальные формы, но имеющих явные клинические признаки активного туберкулезного процесса. К таким признакам относится наличие участков деструкции легочной ткани, каверн с неравномерно широкими стенками и с эволютивными воспалительными изменениями в окружающей легочной ткани.

Поиски L-форм микобактерии туберкулеза должны проводиться повторно, многократно, так как выделение их носит периодический характер. В настоящее время разработаны и применяются разнооб­разные методы микробиологической диагностики L-трансформиро-ванных вариантов: бактериоскопические, культуральные, биологи­ческие, серологические, иммунофлюоресцентные, гистологические. Разработаны методические основы культурального выделения L-фсрм, сконструированы элективные питательные среды, предло­жены методы обработки материала, подобраны адекватные детер­генты и осмотические стабилизаторы, разработана схема посева и контролей. Предложены методы окраски L-форм в чистой культуре и патологическом материале; разработаны стандартные и ускоренные методы реверсии и др. Все это позволяет выделять L-формы из разнообразного патологического материала и устанавливать их ви­довую специфичность.

Основные принципы выделения и идентификации L-форм изло­жены в методических рекомендациях «Выделение L-форм микобак­терии туберкулеза из патологического материала» (М., 1984) и «Экспресс-индикация L-форм микобактерии туберкулеза методом иммунофлюоресценции» (Минск, 1981).

Исследованиями последних лет (А. Г. Хоменко, В. И. Голышев-ская) установлено, что при многих клинических проявлениях ту­беркулеза (особенно на фоне длительной комбинированной химио­терапии) в организме больных и экспериментальных животных об­наруживаются и ультрамелкие формы возбудителя, проходящие через бактериальные фильтры. Частота обнаружения этих микроорганизмов варьирует в зависимости от формы процесса и особенно от лекарст­венного режима.

Для выделения ультрамелких форм разработаны культуральный и биологический методы. Основной принцип этих методов заклю­чается в том, что исследованию подвергается материал, последова­тельно профильтрованный через мембранные фильтры с размером пор 0,65; 0,45 и 0,22 мкм. При этом исследуемый субстрат полностью очищается от бактериальных форм возбудителя, осколков микобак­терии и других вариантов изменчивости, в материале остаются только фильтрующиеся формы. Полученный фильтрат засевают на специальные питательные среды или вводят морской свинке. Ре­зультаты оценивают по данным бактериоскопии мазков, приготов­ленных из культивированного фильтрата или в результате реверсии возбудителя в бактериальную форму.

4.7. МОРФОЛОГИЯ КРОВИ ПРИ ТУБЕРКУЛЕЗЕ

Различные формы туберкулеза при разной реактивности организма вызывают значительные отклонения в лейкоцитарной формуле и ко­личестве лейкоцитов. Поданным Н. А. Шмелева (1959), число лейко­цитов у больных туберкулезом чаще (58%) достигает 6^в10⁹/л, при острых и тяжелых формах процесса — 12—15^в10⁹/л (35% случаев). Число лейкоцитов более 15^в10⁹/л встречается редко (3% больных), и в этих случаях надо искать другое заболевание или сочетание его с туберкулезом. По числу лейкоцитов можно судить о степени реакции отдельных частей кроветворной системы, поэтому при туберкулезе, как и при других заболеваниях, этот показатель не следует оценивать «оторванно» от лейкоцитарной формулы.

У взрослых туберкулезный процесс обычно вызывает увеличение числа палочкоядерных нейтрофилов. У больных с инфильтративны-ми и очаговыми формами без распада отмечается палочкоядерный сдвиг (7—10%). При наличии деструкции легочной ткани количество палочкоядерных нейтрофилов может доходить до 10—20%. Значи­тельное увеличение сдвига влево отмечается при обострении фиб-розно-кавернозного туберкулеза, а также при распространенных процессах с явлениями распада. В этих случаях процент палочко­ядерных может достигать 20—30, иногда появляются мета- и про-миелоциты (0,5—0,25%).

При туберкулезе изменяется и характер зернистости нейтрофи­лов. Вместо обычной тонкой может появиться грубая патологическая зернистость, которая имеет не меньшее значение, чем изменение ядра. Для определения числа нейтрофилов с патологической зерни­стостью мазки крови надо окрашивать в буферном растворе. В норме до 6% нейтрофилов имеет патологическую зернистость. Увеличение в периферической крови числа нейтрофилов с патологической зер­нистостью указывает на истощение пула миелоцитов нейтрофильного ряда и образование из них менее дифференцированных клеток костного мозга. У больных с тяжелыми формами туберкулеза почти все нейтрофилы (80—90%) могут содержать патологическую зер­нистость, которая при затихании патологического процесса обычно сохраняется дольше других изменений гемограммы, свидетельствуя о неполном восстановлении функции костного мозга.

Клинически выраженный туберкулез протекает с нормальным числом эозинофилов в крови. Небольшая эозинофилия при отсут­ствии сдвига влево в сочетании с лимфоцитозом сопровождает бла­гоприятно протекающие туберкулезные процессы. Гипоэозинофилия и особенно анэозинофилия отмечаются при тяжелом состоянии боль­ных.

Число узкоплазменных лимфоцитов повышается в период ранней туберкулезной интоксикации, в начальный период первичного ту­беркулеза. Высокое число лимфоцитов Н. А. Шмелев (1959) связы­вает с реактивностью раннего периода первичной инфекции. Уве­личение данного показателя в крови наблюдается и при затихании вспышки, инфильтративном и очаговом туберкулезе легких. При прогрессировании болезни он снижается вплоть до выраженной лим-фопении (10% и менее). Это закономерное явление, связанное с угнетением лимфопоэза.

Нормальное количество моноцитов отмечается у 66% больных туберкулезом, ниже нормы — у 22%. Стойкое увеличение показа­теля бывает при свежей гематогенной диссеминации, которая может иметь место во всех фазах туберкулезного воспаления. В этих случаях определяется от 10 до 20% моноцитов при повторных анализах крови. Резкое снижение количества моноцитов может быть при тяжелом течении первичного туберкулеза и казеозной пневмо­нии [Тимашева Е. Д., 1947]. Колебания в содержании этих клеток зависят и от других агентов, вызывающих раздражение ретикуло-гистиоцитарной системы. Некоторую роль в данном процессе может играть также непереносимость химиопрепаратов, вызывающих по­бочные реакции, которые протекают с увеличением количества аг-ранулоцитарных форм, в том числе моноцитов [Ковязина А. И., 1970].

При обычном исследовании крови базофилы встречаются у 0,5— 1,8% больных. Н. А. Шмелев и А. И. Ковязина (1971), А. К. Герман и Б. П. Ли (1970) отметили увеличение абсолютного числа базофилов у 30% больных с активной формой туберкулеза легких. Способность базофильных лейкоцитов изменять свои морфологические свойства при реакции антиген — антитело широко используется в серологи-

5—1213

ческом тесте Шелли для выявления антител к различным (в первую очередь лекарственным) антигенам [Тимашева Е. Д., Ковязина А. И., 1969, и др.].

Состав красной крови у большинства больных туберкулезом ос­тается в пределах нормы. Анемии отмечаются при первичной ка­зеозной пневмонии, милиарном туберкулезе [Alterescu R. et al., 1975; Payl J. et al., 1977] и некоторых формах диссеминированного туберкулеза [Тимашева Е. Д., 1963]. Число эритроцитов при этих формах падает до 1—2,5^в10¹²/л, уровень гемоглобина — до 50 — 60 г/л.

В процессе химиотерапии могут возникать разнообразные изме­нения показателей крови, обусловленные токсическим и аллерги­ческим воздействием препаратов на организм больного. Наиболее часто наблюдается реакция эозинофилов. Их число возрастает при лечении антибиотиками (стрептомицин, виомицин и канамицин, реже циклосерин и рифампицин). Гиперэозинофилия иногда может служить предшественником агранулоцитарных реакций, проявляю­щихся уменьшением числа гранулоцитов, нарастающим падением числа лейкоцитов, относительным повышением числа лимфоцитов и моноцитов и появлением в гемограмме плазматических и рети-кулогистиоцитарных элементов. При использовании рифампицина, протионамида, этионамида и ПАСК наблюдается повышение про­цента моноцитов (до 10—18). При применении изониазида, ПАСК, стрептомицина, циклосерина и рифампицина описаны тяжелые ос­ложнения в виде гемолитических и апластических анемий [Аркавина Э. А., Берлинер А. А., 1971]. Гемолитические анемии могут разви­ваться при повторном и интермиттирующем приемах рифампицина, протекать с острой почечной и печеночной недостаточностью [Nastase М. et al., 1975; Miyachi S. et al., 1982]. Кроме того, из гематологических осложнений при лечении рифампицином и этам-бутолом описаны тромбоцитопении [Calietti F. et al., 1978; Rabinovitz M. et al., 1982].

Лейкемоидные реакции, связанные с туберкулезной инфекцией, встречаются редко и наблюдаются преимущественно при диссеми-нированных формах в фазе острой диссеминации, протекающей с поражением костного мозга, селезенки и печени, лимфатических узлов, брюшной полости, и при остром туберкулезном сепсисе. В нашей стране они описаны Е. М. Тареевым (1948), Е. Д. Тимашевой (1963), за рубежом — Н. Reinwein. W. Rosing (1938), J. Tripatti и соавт. (1984).

Различают два типа реакций: гиперпластические (собственно лейкемоидные) и гипопластические. При первом типе число лейко­цитов может достигать 20—30^в10⁹/л. Наряду с моноцитозом выяв­ляются лимфопения, резкий сдвиг влево нейтрофилов с появлением единичных миелоцитов и промиелоцитов. Со стороны красной крови отмечается гипохромная анемия с уменьшением числа эритроцитов до 2—2,5^в10¹²/л. Лейкемоидные реакции гиперпластического типа большей частью преходящи, иногда наблюдается цикличность в их течении, которую можно связать с волнами гематогенной диссеми-

нации. Гипопластический тип реакции наблюдается преимущест­венно при остром туберкулезном сепсисе, но иногда может возникать и у больных с диссеминированной формой, милиарным туберкулезом [Cordier J. Е. et al., 1978]. В этих случаях для гемограммы харак­терна стойко выраженная тромбоцитопения 20,0—30,0»10⁹/л_> лей­копения 1—2^в10⁹/л с нейтропенией и относительным лимфоцитозом, иногда граничащие с агранулоцитозом, в красной крови — резко выраженная анемия: эритроциты до 1,5—2»10¹²/л, количество ге­моглобина падает до 40,0—50,0—60,0 г/л.

С целью уточнения характера реакции крови и для ранней диагностики милиарного туберкулеза (протекающего с поражением гемопоэтической системы) рекомендуется производить цитологиче­ское исследование костного мозга, лимфатических узлов. Это дает возможность в случаях туберкулезной этиологии процесса обнару­жить специфические элементы туберкулезной гранулемы и мико­бактерии туберкулеза.

4.8. ИНСТРУМЕНТАЛЬНЫЕ МЕТОДЫ

Инструментальные методы исследования находят все большее распространение в диагностике и дифференциальной диагностике туберкулеза. Среди них эндоскопические исследования бронхов за­нимают ведущее место, так как в большинстве случаев они соче­таются с комплексом дополнительных микрохирургических вмеша­тельств биопсийного характера. Современная бронхология распола­гает большим числом разнообразных эндобронхиальных диагности­ческих манипуляций для своевременного распознавания различных патологических процессов как в бронхах, так и непосредственно в легочной ткани. С помощью этих методов можно достаточно эф­фективно оценивать визуально изменения как в крупных, так и в более мелких бронхах, а также получить биопсийный материал для морфологического и бактериологического исследования по существу из любого участка терминальных бронхов или легкого.

Успех инструментальной диагностики заболеваний органов ды­хания и средостения в каждом конкретном случае зависит от пра­вильного выбора метода исследования. При этом необходимо по­мнить, что инструментальные методы диагностики не всегда явля­ются безобидными и нетравматичными для больного, поэтому всегда следует руководствоваться принципом — от простого диагностиче­ского вмешательства к сложному.

Бронхоскопия. Этот метод позволяет осмотреть внутреннюю по­верхность бронхов, изучить состояние слизистых оболочек крупных бронхов, определить в них патологические изменения. Успешное проведение брохоскопии в значительной степени зависит от того, насколько хорошо проведено обезболивание. Выбор последнего обус­ловливается общим состоянием больного, наличием сопутствующих заболеваний, характером и продолжительность эндоскопического вмешательства, арсеналом необходимой аппаратуры и инструмен­тария, опытом эндоскописта и анестезиолога.

5*

Для местной анестезии слизистой оболочки глотки, гортани, трахеи и бронхов используют 2—3% раствор дикаина, 5—10% раствор новокаина, смесь Гирша и др. Местная анестезия не может полностью снять болевые ощущения, кашлевой рефлекс, а также психические переживания, связанные с бронхоскопией, особенно если эндоскопия бронхов сочетается с различными эндобронхиаль-ными манипуляциями биопсийного характера. Для проведения об­щего обезболивания широко используют соли барбитуровой кислоты: гексенал, тиопентал-натрий или небарбитуровый кратковременный анестетик сомбревин (эпонтол). Из мышечных релаксантов чаще применяют листенон, миорелаксин, дитилин. Для проведения под­наркозной бронхоскопии необходим дыхательный бронхоскоп сис­темы Фрид ел я.

Бронхоскопическое исследование производят натощак. Премеди-кация обычно состоит из внутримышечного (за 20—40 мин) или внутривенного (за 5—7 мин) введения атропина или метацина в дозе 0,5—1 мл 0,1% раствора. Введение в наркоз осуществляется 1—2,5% раствором гексенала и тиопентал-натрия в дозе 150—300 мл ребенку и 500—700 мл взрослому. Сомбревин вводят внутривенно в дозе 10—15 мл. В период введения анестетиков больные дышат чистым кислородом через маску. Анестетики вводят медленно до наступления наркоза стадии Ь—IIIi, что характеризуется потерей сознания и сохранением ровного дыхания. Для предотвращения мышечных болей после исследования внутривенно вводят 3—5 мл антидеполяризующего релаксанта тубокурарина хлорида (тубарин), а затем через 30—50 с инъекцируют 100—120 мл дитилина (сук-цинилхолин, листенон, миорелаксин и др.). После наступления мы­шечной релаксации через наркозную маску в течение 5—10 с боль­ного насыщают кислородом и с помощью ларингоскопа через голо­совую щель в трахею вводят тубус дыхательного бронхоскопа. Ис­кусственная вентиляция легких поддерживается в течение всего исследования ритмичным сокращением дыхательного мешка, соеди­ненного с баллоном кислорода, или методом эжекционной подачи кислородно-воздушной смеси через специальную иглу, вмонтиро­ванную в головку бронхоскопа. Бронхоскоп удаляют после восста­новления у больного самостоятельного дыхания.