ВОЗБУДИТЕЛЬ ТУБЕРКУЛЕЗА, СТРОЕНИЕ, ИЗМЕНЧИВОСТЬ МИКОБАКТЕРИЙ ТУБЕРКУЛЕЗА 9 страница

Подкожная проба Коха более чувствительна, чем проба Манту. Применение ее показано в случаях дифференциально-диагностиче­ских затруднений главным образом у взрослых, при этом используют 10 — 20 — 50 ТЕ (0,5 — 1 — 2,5 мл очищенного туберкулина в стандартном разведении 2 ТЕ). У детей она применяется реже в дозе 10—20 ТЕ только после отрицательной реакции Манту с 2 ТЕ. Подкожная проба может вызвать реакцию как на месте введения туберкулина, так и очаговую и общую. Эта проба ценна при диф­ференциальной диагностике. При наличии очаговой реакции в месте поражения легочной ткани можно думать о специфической этиологии заболевания. Во всех случаях учитывают не только местную, оча­говую и общую реакцию, но и сдвиги в СОЭ, формуле крови и белковых фракциях сывороток крови (гемо- и белково-туберкули-новые пробы). Эти показатели определяют предварительно, до вве­дения туберкулина и спустя 24—48 ч.

Гемотуберкулиновая проба считается положительной, если от­мечаются изменения 3 компонентов гемограммы: увеличение СОЭ на 3 мм/ч и более; увеличение числа лейкоцитов на 1»10⁹/л и более; увеличение в 2 раза палочкоядерного сдвига, уменьшение количества лимфоцитов на 10% и более. Белково-туберкулиновая проба считается положительной, если отмечается снижение коли­чества альбуминов, повышение уровня аг- и у-глобулинов не менее чем на 10%. Эта проба бывает положительной у 75—80% детей и подростков с локальными формами активного туберкулеза, тубер­кулезной интоксикацией. Несколько реже (50—60%) она положи­тельна при вираже туберкулиновых реакций и гиперчувствитель­ности к туберкулину. В последнее время пробы Коха используются также для выявления сдвигов в реакциях Т- и В-систем иммунитета (бласттрансформация, миграция лимфоцитов и др.) с целью диф­ференциальной диагностики и определения активности процесса.

4.6. МИКРОБИОЛОГИЧЕСКАЯ ДИАГНОСТИКА ТУБЕРКУЛЕЗА И МИКОБАКТЕРИОЗОВ

Выявление микобактерии туберкулеза в различном патологиче­ском материале от больных имеет решающее значение для поста­новки диагноза туберкулезной инфекции. Именно обнаружение воз­будителя туберкулеза является основным и бесспорным критерием, свидетельствующим о специфической природе заболевания. Обна­ружение микобактерии имеет решающее значение не только для диагностики туберкулеза, оно чрезвычайно важно при прогнозиро­вании течения процесса, выборе рациональной схемы лечения и правильной оценке его эффективности.

Вследствие широкого применения химиотерапевтических препа­ратов в последние десятилетия отмечаются существенные изменения многих свойств микобактерии туберкулеза: морфологии самого воз­будителя и его колоний на питательных средах, тинкториальных свойств, лекарственной чувствительности, вирулентности для опре­деленных видов животных. В то же время существенно расширились знания о разнообразных формах существования возбудителя («ви­димые, но не растущие», L-трансформированные, ультрамелкие ави-зуальные) и их патогенетической роли; увеличился удельный вес микобактериозов, вызываемых нетуберкулезными (атипичными, оп­портунистическими, анонимными) кислотоустойчивыми микобакте­риями. Это значительно затрудняет и усложняет микробиологиче­скую диагностику туберкулеза и требует комплексного подхода к оценке ее результатов.

Микобактерии туберкулеза — тонкие, прямые или слегка изо­гнутые палочки длиной 1 —10 (чаще 1—4) мкм, шириной 0,2—0,6 мкм, гомогенные или зернистые с незначительно закругленными концами. Они неподвижны, не образуют эндоспор, конидий и капсул. Морфология и размеры бактериальных клеток подвержены значи­тельным колебаниям и во многом зависят от возраста микроорга­низма и особенно от условий его существования и состава пита­тельной среды.

Микобактерии характеризуются выраженным многообразием форм существования, большим полиморфизмом и широким диапа­зоном изменчивости биологических свойств (плеоморфизмом). Опи­саны многочисленные морфологические варианты микобактерии: ги­гантские формы с колбовидно утолщенными разветвлениями, ните­видные, мицелиеподобные и булавовидные, дифтероидные и анти-микотические формы. На основании указанного морфологического многообразия в современной микробиологической классификации признана установленной филогенетическая связь возбудителя ту­беркулеза с лучистыми грибами, что получило отражение в названии вида, рода и семейства — микобактерии. Учитывая, что возбудитель туберкулеза является неспороносным, имеет палочковидную форму и принадлежит к низшим грибам, VI Всесоюзный съезд фтизиатров рекомендовал придерживаться термина «микобактерии туберкулеза» (mycos — гриб, bacterium — палочка). В связи с этим не следует называть возбудитель туберкулеза бациллой, так как бациллами называются микроорганизмы, способные образовывать споры.

Многочисленными исследованиями доказана способность мико­бактерии образовывать фильтрующиеся формы, «видимые, но не растущие» формы с ослабленной жизнеспособностью, некислото­устойчивые формы. Однако биологическая и патогенетическая роль этих форм окончательно не выяснена. Получено много новых данных о дефектных по клеточной стенке L-формах микобактерии, описаны их биологические свойства и изучена патогенетическая роль при раз­личных клинических проявлениях процесса и в эксперименте [Хо-менкоА. Г., Дорожкова И. Р., Земскова 3. С, Карачунский М. А., 1968—1990].

Наряду с изменчивостью морфологии микобактериям туберкулеза свойственна широкая изменчивость и других признаков, в частности весьма характерного для них признака кислотоустойчивости. Кис-лотоустойчивость слагается из двух свойств: плохого восприятия окраски и ее сохранения при обесцвечивающем действии кислот, оснований и спиртов. Это характерная особенность всех видов ми­кобактерии, за которую они получили название кислото-, спирто-и щелочеустойчивых. Данное свойство имеет первостепенное зна­чение для микобактерии, так как на нем основаны практически все методы бактериоскопического и культурального выявления и иден­тификации микроорганизма. Кислотоустойчивость обусловлена вы­соким содержанием в микробной клетке миколовой кислоты, вхо­дящей в состав липидных комплексов и находящейся в соединении с высокомолекулярным спиртом — фтиоциролем. Последний явля­ется составной частью восковых субстанций микобактерии. Кисло­тоустойчивость выявляется с помощью только специальных методов окраски, основным из которых является метод Циля — Нильсена.

При окраске по Цилю — Нильсену кислотоустойчивые микобак­терии туберкулеза выглядят ярко-красными на синем фоне препа­рата. В результате воздействия неблагоприятных условий сущест­вования, а также ряда лекарственных веществ и химиотерапевти-ческих средств микобактерии могут полностью или частично утра­чивать свойство кислотоустойчивости. Это ведет к образованию смешанной, состоящей из кислото- и некислотоустойчивых особей или полностью некислотоустойчивой популяции. Такие тинктори-ально измененные микобактерии не обнаруживаются обычными бак-териоскопическими методами (при окраске мазков по Цилю — Ниль­сену), но выявляются другими специальными способами. Поэтому на современном этапе вопрос о прекращении бактериовыделения у больных туберкулезом, леченных противотуберкулезными препара­тами, должен решаться только на основании данных, полученных комплексными бактериоскопическими и бактериологическими мето­дами.

Ранее род Mycobacterium формально подразделялся на подроды и типы, однако согласно последним таксономическим исследованиям и заключению Международной рабочей группы по таксономии ми­кобактерии, род Mycobacterium в практических целях подразделяется на 3 большие группы: I — медленно растущие, II — быстро растущие и III — организмы, предъявляющие особые требования к питатель­ным средам, но не культивирующиеся in vitro [Runyon Е. Н. et al., 1974; Runyon E. H., 1987]. К I группе относятся микобактерии, которые при оптимальных условиях питания и температуры дают на плотных средах рост макроскопически видимых колоний через 7 дней и более. К этой группе относятся виды Mycobacterium tuberculosis, М. bovis, М. africanum, М. microti, а также ряд видов медленно растущих микобактерии, которые классифицируются как нетуберкулезные: М. kansasii, М. marinum, М. simiae, М. gastri и др. Ко II группе относятся микобактерии, дающие на плотных средах рост видимых невооруженным глазом колоний в течение менее 7 дней. К ним относятся виды М. phlei, М. vaccae, М. diernhoferi, М. smegmatis, М. fortuitum и др. К III группе относятся не растущие на питательных средах возбудители проказы М. leprae, М, lepraemurium, М. haemophilum.

Основными методами лабораторной диагностики туберкулеза яв­ляются классические микробиологические методы: бактериоскопия; культуральное исследование, или посев; биологичная проба на чув­ствительных к туберкулезной инфекции лабораторных животных. Каждый из указанных методов имеет определенные достоинства и недостатки, что позволяет в каждом конкретном случае дифферен­цированно подходить к их применению.

Сбор материала для исследования. Соблюдение правил сбора, хранения и транспортировки диагностического материала имеет очень важное значение, так как от этого зависит не только досто­верность получаемых результатов, но и эпидемиологическая без­опасность окружающих.

Материал для исследования на наличие микобактерии туберку­леза собирают в стерильные контейнеры (стеклянные банки) с плотно завинчивающимися крышками. Применение герметизированных контейнеров преследует двоякую цель: предотвращение просачива­ния содержимого и загрязнения окружающей больного среды чрез­вычайно стойкими к физическим воздействиям микобактериям и изоляцию сохраняющегося в контейнере исследуемого материала от широко распространенных вегетирующих в окружающей среде кис­лотоустойчивых бактерий. Для исследования может быть использо­ван разнообразный патологический материал: мокрота, аспират, со­держимое бронхов и другие материалы, получаемые при бронхо­скопическом исследовании, промывные воды бронхов и желудка, экссудаты, гной, отделяемое ран, спинномозговая жидкость, кровь, моча, операционный материал, смывы с предметов, органы экспе­риментальных животных и пр.

У больных с легочными формами процесса объектом исследования чаще служит мокрота. Сбор мокроты — весьма ответственный этап диагностической процедуры, от четкого проведения которого во мно­гом зависит результат исследования. Кроме того, в момент откаш­ливания мокроты создается очень высокий риск воздушно-капельного распространения инфекции. В связи с этим желательно, чтобы сбор мокроты производился по возможности в отдалении от других лю­дей — на открытом воздухе или в отдельной, хорошо вентилируемой комнате. Обычно у больных, выделяющих мокроту в достаточном количестве, для исследования собирают утреннюю порцию. Если больной выделяет мало мокроты, ее следует собирать в течение суток, при этом обязательно собранный материал хранить в холо­дильнике. Если исследование производится на фоне лечения, за 2 сут до сбора мокроты прием противотуберкулезных препаратов от­меняется.

Согласно рекомендациям, разработанным Международным сою­зом по борьбе с туберкулезом (1976), сбор мокроты должен произ­водиться в присутствии и при непосредственном участии среднего медицинского персонала. При этом лицам, ответственным за сбор мокроты, следует руководствоваться следующими правилами.

1. Объяснить больному причины исследования и необходимость откашливать содержимое глубоких отделов дыхательных путей, а не собирать в контейнер слюну или носоглоточную слизь. Необхо­димо также предупредить больного, что он должен предварительно почистить зубы и прополоскать полость рта кипяченой водой, что позволяет механически удалить основную часть микрофлоры, веге-тирующей в ротовой полости.

2. Присутствующий при сборе мокроты медицинский работник должен открыть стерильный контейнер, снять с него крышку и передать больному только донную часть контейнера.

3. Стоя позади больного, следует рекомендовать ему держать конктейнер как можно ближе к губам и сразу же сплевывать в него мокроту по мере ее откашливания.

4. По завершении сбора мокроты медицинский работник должен оценить ее количество и качество; контейнер с порцией мокроты достаточного объема (не менее 3—5 мл), содержащей уплотненные или гнойные комочки без слюны, тщательно закрывают завинчи­вающейся крышкой, маркируют и помещают в специальный ящик для транспортировки в лабораторию.

В том случае, если больному не удается сразу выделить необ­ходимое количество мокроты, следует ободрить его и посоветовать сделать повторные кашлевые попытки, так как многие больные не могут сразу в течение нескольких минут выделить мокроту из глубоких отделов дыхательного тракта. В случае, если и отсроченная попытка получить мокроту оказывается неудачной, необходимо уда­лить контейнер и подвергнуть его обеззараживанию; вымыть руки с мылом и выдать больному новый стерильный контейнер для сбора утренней порции мокроты. Предварительно надо убедиться в том, что больной правильно понял все требования и правила сбора мок­роты и пользования контейнером, а также проинструктировать боль­ного, что он должен как можно раньше доставить мокроту в лабо­раторию — немедленно после ее сбора.

Если же больной не выделяет мокроту или выделяет ее только эпизодически и в скудном количестве, то накануне и рано утром в день сбора мокроты больному следует дать отхаркивающее средство или применить раздражающие аэрозольные ингаляции. Последние провоцируют усиление секреции бронхов, кашель и отделение мок­роты. Для аэрозольных ингаляций пользуются портативными аэро­зольными ингаляторами типа АИ-1. В качестве ингалируемой смеси рекомендуется 15% раствор хлорида натрия в 1% растворе бикар­боната натрия (150 г NaCl и 10 г NaHCCb на 1 л дистиллированной воды). Поскольку ингалируемый раствор вызывает усиленную са­ливацию еще до появления кашля с мокротой, то больной должен удалить слюну в специально приготовленную посуду с хлорамином и только после этого собрать мокроту для микробиологического исследования. Гиперсекреция бронхиального содержимого у боль­шинства больных наблюдается еще в течение суток после аэрозоль­ной ингаляции, что должно быть использовано с целью получения материала для обнаружения микобактерии туберкулеза. Поэтому больному рекомендуют собрать мокроту для второго исследования в течение суток после ингаляции.

Если при раздражающей ингаляции почему-либо не удается полу­чить мокроту, то используют промывные воды бронхов или желудка. Последний метод применяется преимущественно у детей младшего возраста, которые плохо откашливают мокроту и часто заглатывают ее. Данный метод может оказаться полезным также у больных с подавленным кашлевым рефлексом, у которых не удается получить материал даже при провоцирующих ингаляциях.

Сбор промывных вод бронхов производится врачом-отоларинго­логом. Промывные воды желудка берут натощак с помощью толстого зонда, предварительно дав больному выпить или введя через зонд 100—150 мл раствора бикарбоната натрия (питьевой соды) в целях нейтрализации кислой реакции желудочного содержимого. Промыв­ные воды желудка должны исследоваться немедленно, чтобы иск­лючить повреждающее воздействие на возбудителя желудочных фер­ментов.

Более ценным материалом для исследования при отсутствии мокроты являются аспираты из трахеи и бронхов, бронхоальвео-лярная лаважая жидкость, а также материалы прицельной катетер-и щеточной биопсии, получаемые при бронхологических исследова­ниях.

Экссудаты из плевральной полости, отделяемое ран, аспираты и пунктаты из закрытых натечников, гнойных очагов, асцитическая жидкость и другие материалы должны быть взяты у больного с соблюдением всех правил асептики, помещены в стерильную посуду и доставлены в лабораторию. В отношении этих материалов прак­тикуется двоякий подход. В большинстве лабораторий применяется стандартная техника обеззараживания, что подразумевает загряз­нение указанных материалов неспецифической гноеродной флорой. Наряду с этим в некоторых лабораториях практикуют предвари­тельные посевы на бульон Хоттингера с 0,5% глюкозы, агаризо-ванную среду Тароцци (0,15%) и кровяной агар для того, чтобы определить сопутствующую флору и, следовательно, необходимость специальной обработки.

Особого методического подхода требует исследование менстру­альной крови. Наличие в этом материале большого количества протеолитических, фибринолитических и других ферментов требует незамедлительной доставки материала в лабораторию и тщательной его обработки, так как менструальная кровь является весьма бла­гоприятной средой для микробной флоры.

Особого внимания требует сбор мочи. Для исследования исполь­зуют обычно среднюю порцию утренней мочи, полученной после тщательного туалета наружных половых органов растворами анти­септиков (слабый раствор перманганата калия, риванола и пр.). Мочу центрифугируют, осадок используют для микроскопии и об-рабатываают 3—5% раствором серной кислоты, но не щелочью. Сбор суточной мочи для бактериологического исследования мало­рационален. При накоплении мочи в течение суток невозможно сохранить ее стерильность. Хранение емкости с мочой в холодном месте может привести к выпадению солей, что неблагоприятно отражается на последующей обработке осадка. Кроме того, в моче содержатся бактерицидные продукты, которые могут не только уг­нетать жизнеспособность микобактерии, но в течение суток даже разрушить микробные клетки. Установлено, что при хранении мочи после сбора более 1 ч число микробных клеток неспецифической микрофлоры увеличивается в несколько раз. Ферменты жизнедея­тельности этой флоры могут угнетать рост микобактерии. И, нако­нец, при сборе мочи в течение длительного времени следует иметь в виду возможность попадания в нее кислотоустойчивых сапрофитов, что может привести к диагностическим ошибкам. В этом отношении особенно осторожно должны оцениваться результаты исследования мочи, полученной от мужчин, так как в ней могут обнаруживаться Mycobacterium smegmatis и другие атипичные микобактерии, которые ошибочно могут быть приняты за микобактерии туберкулеза.

Объектом исследования могут служить также кусочки тканей, полученных во время операции, или органы экспериментальных животных. Такой материал, взятый стерильно, помещают в ступку, тщательно измельчают с помощью стерильных ножниц, затем рас­тирают пестиком, постепенно добавляя 5—7 мл стерильного изото­нического раствора NaCl, а затем обрабатывают 3—5 % серной кислотой. Обработка кусочков тканей щелочью не рекомендуется, так как она менее эффективна и вызывает, кроме того, разжижение тканевых структур с образованием густой тянущейся смеси, плохо поддающейся центрифугированию и другим последующим манипу­ляциям.

Хранение, консервация и транспортировка диагностического материала. В противотуберкулезных учреждениях функционируют специализированные лаборатории, производящие бактериологиче­ские исследования. В стационарах стерильные контейнеры с мок­ротой или другим патологическим материалом доставляются непос­редственно в лабораторию. Сбор материала от амбулаторных больных производится, как указано выше, под непосредственным наблюде­нием среднего медицинского работника. В случае неудачи такого сбора больному выдают стерильную посуду, проводят инструктаж, и на следующий день утром больные доставляют собранный ими за сутки материал в лабораторию.

Если в лечебном учреждении не проводятся исследования для выявления кислотоустойчивых микобактерии, собранный диагности­ческий материал должен централизованно доставляться в лабора­торию, где он будет исследоваться. Обычно такая доставка осуще­ствляется 1 или 2 раза в неделю. Следовательно, материал должен накапливаться в течение нескольких дней. Для этого используют биксы или специальные транспортировочные ящики, вмещающие 10—20 контейнеров, которые хранятся в холодильнике.

Во время транспортировки материал должен предохраняться от воздействия прямых солнечных лучей и тепла. Если транспортировка и хранение занимают не более 48 ч, материал можно пересылать без консерванта. В летний период и в районах с теплым климатом необходима консервация, если транспортировка занимает более 24 ч. С этой целью можно применять 2—3% раствор борной кислоты в соотношении 1 : 1 или глицерин. В качестве консерванта можно также использовать 10% раствор трехзамещенного фосфата натрия или 0,05—0,1% раствор хлоргексидин биглюконата в соотношении 1 : 1; в этих случаях посев материала производят без последующей обработки. Рост микобактерии может быть получен даже после хранения мокроты с консервантом при 30°С в течение 10—12 дней.

В условиях Крайнего Севера диагностический материал при дли­тельной транспортировке может подвергаться воздействию значи­тельных колебаний температуры. При этом необходимо учитывать, что допускается пересылка материала в замороженном состоянии без консерванта. Это обеспечивает сохранение жизнеспособности микобактерии в течение 8—15 дней, однако ни в коем случае нельзя допускать повторное оттаивание и замораживание материала, ко­торые способствуют снижению жизнеспособности микобактерии.

Режимы и кратность обследования больных. Режимы и кратность лабораторного исследования для выявления микобактерии туберку­леза могут значительно варьировать не только в зависимости от разных подходов и точек зрения клиницистов и бактериологов, но (в большей степени) и от клинического состояния и формы процесса, этапа наблюдения больного и, наконец, целей самого исследования (верификация специфической природы заболевания, определение степени активности процесса, динамическое наблюдение за эффек­тивностью лечения, этапная проверка групп диспансерного наблю­дения и др.). Тем не менее, согласно рекомендациям Международ­ного союза по борьбе с туберкулезом (1976), при первом обращении больного к врачу и подозрении на туберкулезную инфекцию необ­ходимо исследовать не менее 3 порций мокроты: порции, полученной при первом обращении больного в лечебное учреждение; ранней утренней порции мокроты, собранной больным на следующий день в течении первых 1—2 ч после пробуждения и подъема; второй порции, собранной утром того же дня, но позднее — в период доставки в клинику первой утренней порции.

В нашей стране большее распространение получила другая схема, предусматривающая не менее чем 3-кратное в течение 3 последо­вательных дней исследование мокроты или другого патологического материала. У впервые выявленных больных (особенно с малыми клиническими формами процесса) желательно повысить кратность исследования до 4—6, так как подобная практика существенно увеличивает число положительных результатов. Такой комплекс исследований производится при поступлении больного в стационар или же при взятии на диспансерный учет. В последующем, в процессе лечения микробиологические исследования проводят регулярно, не реже 1—2 раз в месяц с целью определения динамических изменений состава и массивности микобактериальной популяции, степени ак­тивности процесса, эффективности лечения и прогностических кри­териев.

Особенно тщательно следует проводить исследования при реше­нии вопроса об абациллировании больного перед переводом его в III группу диспансерного учета (неактивный туберкулез органов дыхания) и перед снятием с учета. Порядок, сроки и кратность бактериологических обследований лиц, состоящих на учете проти­вотуберкулезных диспансерных учреждений, регламентируются спе­циальными методическими документами и приказами МЗ РФ.

Бактериоскопическое исследование. Оно является одним из ос­новных и наиболее распространенных методов. Преимущества его заключаются в простоте, дешевизне и быстроте получения резуль­татов. Однако возможности метода ограничены. В препарате можно обнаружить единичные микобактерии, если в 1 мл материала со­держится не менее 10 000—100 000 бактериальных клеток (предел метода). При меньшем числе клеток бактериоскопия может оказаться недостаточно чувствительной для их выявления. В таких случаях применяют различные методы «обогащения» или «накопления» ми­кобактерии. Наибольшее распространение из них получил метод флотации, при котором микобактерии извлекают из водной суспен­зии исследуемого материала с помощью углеводородов или других жидкостей с меньшей, чем у воды, относительной плотностью (кси­лол, толуол, бензин, бензол). Этот метод повышает частоту обна­ружения микобактерии более чем на 10% по сравнению с обычной прямой бактериоскопией.

Приготовление мазков для бактериоскопического исследования является весьма ответственной процедурой, во многом предопреде­ляющей успех исследования. При этом необходимо иметь в виду, что это одна из самых опасных процедур. Туберкулез распростра­няется воздушно-капельным путем через мельчайшие капельки раз­мером около 5 мкм, содержащие возбудитель, которые при вдыхании

в легких могут достигать альвеол и оседать в них, формируя очаг инфекции. В лабораторной работе усилия должны быть направлены на то, чтобы избежать или свести к минимуму опасность заражения при тех манипуляциях, при выполнении которых наблюдается на­ибольшая опасность рассеивания потенциально инфекционных аэро­золей. Основными источниками образования таких аэрозолей в ла­бораториях являются манипуляции, которые связаны с приготовле­нием мазков для бактериоскопии: 1) открывание контейнеров с материалом; эта манипуляция особенно опасна, если между наруж­ной стенкой горлышка контейнера и внутренней поверхностью крышки находятся частицы высохшей мокроты или если непосред­ственно перед открыванием контейнер подвергался встряхиванию; 2) приготовление мазков путем нанесения материала на предметное стекло и распределение его по поверхности стекла; 3) прожигание бактериологических петель, используемых для переноса материала на стекло. При выполнении этих манипуляций следует соблюдать особую осторожность.

Мазки для бактериоскопического исследования готовят из натив-ной необработанной мокроты. Для этого мокроту переливают в чашку Петри, под дно которой подложена черная бумага. Рядом с чашкой помещают два чистых (ранее не бывших в употреблении) и заранее промаркированных предметных стекла. С помощью двух препаровальных игл, бактериологических петель или хорошо заост­ренных деревянных палочек (для каждой пробы мокроты новых) выбирают 5—6 наиболее плотных гнойных комочков мокроты, пе­реносят их на стекло, покрывают сверху вторым стеклом, слегка придавливают и, раздвигая стекла в разные стороны, растирают до получения равномерного тонкого слоя. Мазок должен занимать ²/з— ³Л стекла.

Во время приготовления мазков следует соблюдать максимальную осторожность, чтобы избежать образования брызг и выхода мате­риала за края стекла.

Приготовленные мазки помещают на 15—30 мин на фильтро­вальную бумагу для просушки при комнатной температуре. По­скольку не всегда удается избежать попадания материала на края стекла, то бумагу, на которой для просушки раскладывают мазки, следует считать зараженной. Высохшие стекла пинцетом или спе­циальными щипцами берут за конец, на котором нанесена марки­ровка, и 3 раза проводят через пламя спиртовки или газовой горелки (общая продолжительность пребывания мазка в пламени не должна превышать 3—5 с), а затем помещают на чистую бумагу или специальный поднос.

Целесообразным и в плане охраны труда, особенно рекоменду­емым является метод, предложенный Hain. Предметные стекла с мазками, расположенные на жестяных подносах, помещают в сте­рилизатор и прежде всего высушивают при 37°С. Затем температуру повышают до 105°С и спустя 10 мин стерилизатор выключают. Этим достигаются надежное прикрепление мазка к стеклу и гибель ми­кобактерии, как находящихся в материале и по краям стекол, так

ПО

и попавших на поднос. Температура не должна превышать 105°С, чтобы не изменить тинкториальные свойства микобактерии.

В целях большей безопасности мазки из мокроты можно делать из осадка после обработки материала.

Мазки из жидкого патологического материала (бронхоальвеоляр-ные смывы, промывные воды бронхов или желудка, моча, пунктаты из закрытых полостей, экссудаты и др.) готовят из осадка материала, полученного после обработки его кислотой или щелочью с после­дующим отмыванием либо нейтрализацией и центрифугированием. Высушенные и фиксированные мазки окрашивают. При выборе ок­раски учитывают метод микроскопии, с помощью которого будет осуществляться бактериоскопическое исследование: обычный свето­вой (масляная иммерсия) или люминесцентный (флюоресцентная микроскопия) микроскоп.

Наиболее употребляемым и распространенным методом окраски для выявления кислотоустойчивых микобактерии является способ Циля — Нильсена. При одновременном воздействии нагревания и сильного протравливающего вещества фенола (карболовой кислоты), на котором готовится основное красящее вещество фуксин, облег­чается проникновение анилинового красителя в микробную клетку и особенно в структуры ее клеточной стенки, состоящей из липидов и миколовых кислот. Обычные анилиновые красители не воспри­нимаются микобактериями, и последние не окрашиваются. После­дующее обесцвечивание мазка в 29% растворе серной кислоты или 3% растворе солянокислого спирта приводит к обесцвечиванию всех некислотоустойчивых структур. Только микобактерии, обладающие выраженной кислото- и спиртоустойчивостью, стойко удерживают краситель и остаются окрашенными в красный цвет. Обесцвеченные элементы мазка докрашивают метиленовым синим. Микобактерии обнаруживаются в препарате в виде тонких, прямых или слегка изогнутых ярко-красных палочек, иногда расположенных под углом в виде римской цифры V, часто кучками или небольшими скопле­ниями. Нередко в теле палочек или отдельно от них выделяются единичные более темные зерна или их скопления (зернистые формы).

При микроскопии мазков следует учитывать широкий полимор­физм микобактерии туберкулеза, особенно при исследовании мате­риала от больных, получающих противотуберкулезные препараты. В связи с тем что широкое применение химиопрепаратов меняет морфологию микобактерии, в ряде случаев при исследовании пре­паратов могут обнаруживаться и ветвистые формы неравномерной ширины, и бледноокрашенные палочки, и осколки микобактерии, и отдельные кислотоустойчивые зерна или их скопления.