Глава 1. Препарат Доза (мг/кг), способ введения Мыши Крысы Хомяки Морские свинки Атропин Морфин 0,2—0,3; п/к 0,2;

Примечание в/в — внутривенно; в/м — внутримышечно; и/п — интраперитонеально; в/б — внутрибрюшинно, п/к — подкожно, пр — прсмедикация; ан.— анестезия.

Морфин в экспериментальной анестезиологии используют для премедикации. У большинства животных он вызывает эйфорию, дает седативный эффект. Анальгетические свойства морфина различны у животных разных видов [Мозгов И.Е., 1979]. Препарат легко всасывается из подкожной жировой клетчатки. Возможно внутримышечное введение его. У некоторых животных действие морфина имеет специфические особенности. Так, у кошек легко возникает передозировка, сопровождающаяся картиной «маниакального возбуждения»: обостряются зрение, слух, осязание, затем возникает беспокойство, возрастают подвижность и агрессивность. Вслед за этим чувствительность снижается, развиваются судороги, которые являются предвестниками гибели животного.

У собак морфин наряду со снижением болевой чувствительности вызывает усиление саливации, рвоту и дефекацию, что обусловливает целесообразность его введения за 30—40 мин до предстоящей анестезии. Таким образом, с одной стороны, морфин обеспечивает быстрое и хорошо контролируемое опорожнение желудка и кишечника, что страхует от рвоты и регургитации при вводной анестезии. С другой стороны, препарат может вызвать быстрое обезвоживание, метаболический ацидоз и депрессию дыхания. Отрицательные свойства морфина можно несколько ослабить сочетанным применением атропина. Тем не менее использование морфина в экспериментальной анестезиологии, особенно в качестве компонента для поддержания общей анестезии, следует ограничивать [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. В качестве антагониста при передозировке морфина используют налорфин или аналогичные препараты.

Промедол можно включать в схему премедикации кошек и собак вместо морфина. Препарат менее токсичен, в меньшей степени угнетает дыхание, однако обладает более слабыми анальгетическими свойствами. Может вводиться подкожно, внутримышечно и внутривенно.

Достаточно широкое распространение в современной экспериментальной анестезиологии получил метод нейролептаналгезии, препараты для которой могут использоваться как в качестве премедикации, так и для поддержания общей анестезии у различных животных. Как правило, фентанил и дропе-ридол вводят одновременно. У крупных животных, если планируется ИВЛ, осуществляют внутривенное введение. У мелких животных препараты для нейролептаналгезии можно применять внутриперитонеально с сохранением спонтанного дыхания. Показано, что использование для премедикации у собак с массой тела от 18 до 25 кг фентанила в количестве 6—8 мл 0,05% раствора и дроперидола в количестве 8—10 мл 0,25% раствора обеспечивает выраженный седативный эффект без существенных нарушений дыхания и кровообращения, но аналгезия при этом выражена умеренно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Введение фентанила без дроперидола вызывает у собак нежелательные изменения гемодинамики малого круга.

Аминазин у животных дает нейролептический эффект (расслабление скелетной мускулатуры, снижение реакций на внешние раздражения, болевой и тактильной чувствительности, сон). Однако, как и у человека, у большинства экспериментальных животных после введения аминазина развиваются тахикардия и артериальная гипотония. Препарат используют для премедикации у различных животных — кошек, собак, свиней, травоядных, причем последние наиболее чувствительны к нему. Седативный эффект аминазина усиливается при комбинировании с антигистаминными препаратами. Однако отрицательное влияние на гемодинамику ограничивает использование аминазина, особенно у ослабленных, истощенных и старых животных.

Диазепам в последние годы нашел применение как для премедикации, так и для вводной анестезии у собак. Внутривенное введение 5—10 мг препарата сопровождается снижением артериального давления (не более 15% от исходного) при практически неизмененных частоте сердечных сокращений, минутном и ударном объемах сердца [Бунятян А.А. и др., 1983]. В ряде случаев после внутривенного введения диазепама можно произвести интубацию трахеи без дополнительного введения барбитуратов и миорелаксантов [Гиммельфарб Г Н 1984].

В экспериментальной анестезиологии для индукции в анестезию различных животных широко используют производные барбитуровой кислоты. Достоинства и недостатки этих препаратов, выявленные при клинических исследованиях, характерны и при использовании в эксперименте.

Этаминал-натрий (пентобарбитал) используют как у мелких животных (внутримышечно, интраперитонеально, внутрибрюшинно), так и у крупных (как правило, внутривенно). У собак обычно используют 6,5—7% раствор пен-тобарбитала. В качестве растворителя применяют смесь изотонического раствора натрия хлорида (стабилизатор) и пропиленгликоля в количестве '/ю объема изотонического раствора натрия хлорида. Такая методика дает возможность приготовить заранее большое количество раствора и хранить его в холодильнике. Внутривенно раствор вводят медленно. Животное засыпает через 1—2 мин. Анестезия продолжается длительное время. В редких случаях требуется повторное введение препарата (5—10 мг/кг). Полное пробуждение наступает через 24—26 ч. При пробуждении бывает рвота.

Фенобарбитал используют в ряде случаев для обезболивания мелких животных. Препарат вводят в виде раствора интраперитонеально в дозе 45— 50 мг/кг или внутривенно в дозе 30—35 мг/кг. Длительность анестезии может достигать 8 ч.

Тиопентал-натрий и гексенал используют для премедикации, вводной анестезии, а также в ряде случаев для поддержания анестезии. Мелким млекопитающим их можно вводить интраперитонеально и внутривенно, крупным, как правило, внутривенно. У собак возможны премедикация и индукция в анестезию путем внутримышечного введения 400—1000 мг тиопентал-натрия. Чаще препараты используют в виде 1—2,5% раствора, вводимого внутривенно. Животное засыпает через 1—2 мин. Продолжительность анестезии 20—45 мин. Описана индукция в анестезию путем введения 2,5% раствора гексенала внутри-плеврально или внутрилегочно [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Наркотический эффект при этом достигается почти мгновенно, однако резко выражена депрессия дыхания. Длительная внутривенная анестезия с помощью капельной инфу-зии 2,5% раствора одного из препаратов технически проста и эффективна. Однако стабильный уровень анестезии можно поддержать, только имея достаточный опыт работы с этими общими анестетиками. При повторных введениях препаратов период выхода животных из состояния анестезии удлиняется. Во всех случаях применения тиопентал-натрия или гексенала у крупных млекопитающих необходимо предусмотреть возможность интубации трахеи и ИВЛ.

Натрия оксибутират и пропанидид применяют для общей анестезии животных относительно редко. Возможна индукция в анестезию путем внутривенного введения их кошкам, собакам, свиньям. Наркотическое состояние развивается относительно медленно, поэтому целесообразно сочетание названных препаратов с анальгетиками или атарактиками (пропанидид и фентанил, натрия оксибутират и диазепам).

Кетамин в настоящее время нашел широкое распространение для обезболивания экспериментальных животных. Начало кетаминовой анестезии у мышей и крыс сопровождается кратковременным снижением артериального давления, которое затем сменяется подъемом. Частота сердечных сокращений увеличивается. Существенных изменений дыхания у этих видов животных не происходит [Severe Т., Bloggy С., 1973J. Депрессия дыхания и сердечной функции возможна у морских свинок [Chamberlain I. et al., 1981]. У собак кетамин является одним из лучших препаратов для премедикации. Внутримышечное введение 50—100 мг кетамина с 15—20 мг диазепама обеспечивает достаточно глубокий сон; при этом существенных сдвигов дыхания и кровообращения не происходит. Внутривенное введение при индукции в анестезию у собак сопровождается сохранением спонтанного дыхания, повышением частоты сердечных сокращений, умеренным увеличением сердечного выброса и артериального давления, некоторым подъемом давления в легочной артерии. Однако для интубации трахеи необходимо введение деполяризующих миорелаксантов, так как сохраняются рефлексы гортани и надгортанника [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Гемодинамический эффект кетамина снижается при сочетанием использовании его с диазепамом. После внутримышечного введения достаточно эффективная анестезия длится 25—30 мин. Поддержание общей анестезии возможно с помощью дробного внутривенного введения небольших доз (2—3 мг/кг). В последние годы кетамин находит все более широкое применение для анестезиологического обеспечения экспериментов на крупных животных (телята, свиньи, лошади и др.). Апробировано его эпидуральное введение у лабораторных животных [Сачков В.И. и др., 1986].

Этомидат апробирован для общей анестезии у мышей [Gomwolk N., Healing Т., 1981]. Его можно вводить внутривенно или внутрибрюшинно в растворе пропиленгликоля (2 мг на 1 мл раствора).

Альтезин успешно используют для общей анестезии у мелких и средних лабораторных животных [Davis В., 1976; Bailey С. et al., 1977]. Альтезин не оказывает существенного влияния на артериальное давление, но может уменьшать частоту пульса у крыс. В организме мышей и кроликов он подвергается быстрому метаболизму, при повторных введениях не вызывает кумуляции.

Рациональное использование миорелаксантов в экспериментальной анестезиологии представляет собой достаточно сложную задачу. По сравнению с человеком животные значительно более чувствительны к этим препаратам. При введении миорелаксантов животным более выражена ганглионарная блокада, происходит значительный выброс гистамина. Их использование целесообразно и оправдано при многокомпонентной общей анестезии, т.е. тогда, когда необходима релаксация поперечнополосатой мускулатуры при обязательной ИВЛ. Применяя миорелаксанты у экспериментальных животных, следует помнить, что они не подавляют функций ЦНС и не обладают анальгетическими свойствами. Например, интубация трахеи у собак после введения деполяризующего миоре-лаксанта без анестезии сопровождается выраженными гемодинамическими сдвигами [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Дитилин используют для интубации трахеи у разнообразных животных. При этом дозы, как правило, в 10 раз меньше, чем у человека. Необходимо учитывать, что введение дитилина или аналогичных препаратов (листенон, мио-релаксин, сукцинилхолин) даже в дозе 0,1 мг/кг может вызвать у собак пролонгированную релаксацию.

Тубокурарина хлорид применяют в ряде случаев для обездвижи-вания мелких (крысы) и крупных (свиньи) лабораторных животных. Вводится внутривенно, причем дозы у крыс соответствуют используемым в клинической практике, а у свиней значительно выше [Сондоре А.А., 1978].

У различных животных можно использовать недеполяризующий миорелаксант диплацин. Для собак, кошек и кроликов рекомендуемая доза составляет 0,25—0,3 мг/кг [Мозгов И. Е., 1979].

Известно, что по сравнению с другими миорелаксантами у животных менее выраженный ганглиоблокирующий и гистаминлибераторный эффект дает панкуроний. Тем не менее, особенно в хронических экспериментах, недеполяризующие миорелаксанты использовать не следует В частости, у собак они вызывают чрезвычайно длительное апноэ. Предполагают, что это явление связано с холинэстеразопенией [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

В экспериментальной анестезиологии используют большой набор жидких (хлороформ, эфир, фторотан, метоксифлуран, энфлуран, изофлуран) и газообразных (закись азота, циклопропан) ингаляционных анестетиков. Вместе с тем значимость этих препаратов у лабораторных животных различных видов в настоящее время существенно пересмотрена. Все реже используют ингаляционную моноанестезию. Клиническая картина такой общей анестезии у различных животных сходна и, как правило, сопровождается тяжелыми нарушениями жизненно важных функций организма, особенно во время индукции [Мозгов И. Е., 1979]. В опытах на мелких и средних лабораторных животных использование ингаляционных анестетиков затруднено в связи с отсутствием специальных испарителей и дозиметров.

Хлороформ применяют для вводной и базисной анестезии у мышей, крыс, морских свинок, сурков, хомяков. Животных помещают под стеклянный колокол, где находится вата, смоченная анестетиком. Естественно, в таких условиях точное дозирование невозможно и летальность животных может быть высока. До недавнего времени хлороформ достаточно широко использовали в ветеринарной практике [Мозгов И. Е., 1979]. Установлено, что свиньи относительно хорошо переносят анестезию хлороформом в отличие от собак и лошадей. У собак в.1 стадии анестезии возможна смерть вследствие рефлекторной остановки сердца и дыхания. Описана методика поддержания общей анестезии у собак с помощью 1,2—1,5 об.% хлороформа при газовом потоке 6 л/мин (4 л закиси азота и 2 л кислорода), обеспечивающая адекватную защиту организма животных от значительной операционной травмы [Гиммельфарб Г.Н., 1984]. Тем не менее хлороформ чрезвычайно токсичен как для животных, так и для экспериментатора. Его использование должно быть строго ограниченным. Эфир для наркоза менее токсичен, чем хлороформ, оказывает более широкое терапевтическое действие. У мелких лабораторных животных используется аналогично другим ингаляционным анестетикам. У собак может быть применен для индукции в анестезию (5—6 об.% в потоке закиси азота с кислородом в соотношении 2:1). При этом остается достаточно выраженной стадия возбуждения, возможны гипертензия, тахикардия, различные аритмии. Для поддержания анестезии необходимо 2—4 об.% эфира в потоке закиси азота с кислородом. При использовании анальгетиков, гипнотиков, атарактиков можно снизить концентрацию эфира до 0,5—2 об.%. Тем не менее диэтиловый эфир все реже используют для анестезии из-за раздражения дыхательных путей, взрывоопасности, невозможности применять диатермокоагуляцию.

Циклопропан обладает только одним преимуществом — быстрым введением в анестезию и выходом из нее. Препарат дорог, взрывоопасен, применение его требует специального оборудования. Как и у человека, он вызывает сенсибилизацию миокарда к катехоламинам. Эти качества резко ограничивают использование циклопропана в экспериментах на животных.

Метоксифлуран, применяемый в экспериментальной анестезиологии, обладает рядом недостатков, главный из которых — медленное введение в анестезию и выход из нее. Методика применения аналогична таковой диэтилового эфира. Основные преимущества при использовании у лабораторных животных: взрывобезопасность, отсутствие раздражающего действия на дыхательные пути и гиперсаливации, возможность поддержания постоянного уровня анестезии без интубации и ИВЛ. Вместе с тем у кошек метоксифлуран (1 об.%) в газовой смеси существенно снижает влияние ауторегуляторных симпатических механизмов поддержания сосудистого тонуса, в связи с чем возможны нежелательные гемодинамические реакции [Jrestedt L., 1975].

Фторотан является распространенным препаратом для ингаляционной анестезии у лабораторных животных, однако при использовании его необходимо иметь хорошо откалиброванный и точный испаритель. Установлены оптимальные дозы фторотана для различных животных. Для ингаляционной общей анестезии у крыс необходимо 2—3 об.% фторотана в потоке смеси закиси азота с кислородом в соотношении от 1:1 до 3:1. Для индукции в анестезию собак и свиней необходимо 2—3 об.% препарата, подаваемого через специальную маску. Для поддержания анестезии достаточно 1 об.%. При анестезии у крупных животных доза анестетика должна быть в 1,5—2 раза выше, но при этом может усиливаться отрицательное влияние, которое аналогично наблюдаемому в клинической анестезиологии (снижение артериального давления, брадикар-дия, уменьшение сердечного выброса).

Закись азота у лабораторных животных менее эффективна по сравнению с человеком и приматами. При использовании закиси азота в качестве единственного анестетика очень трудно достичь необходимой глубины анестезии, если ее концентрация во вдыхаемой смеси менее 85%, а такие концентрации опасны. Однако положительные свойства закиси азота проявляются при сочетании ее с другими, более сильными ингаляционными анестетиками, например фторотаном, или анальгетиками.

Для общей анестезии используют и некоторые другие неингаляционные (хлоралоза, уретан, аллобарбитал, дипидолор) и ингаляционные анестетики (трихлорэтилен, энфлуран, изофлуран) [Гиммельфарб Г.Н., 1984; Holland А., 1973; Folle I., Levensone R., 1976; Green M., 1976; Blitt С. et al., 1979]. При анестезиологическом обеспечении экспериментов на животных достаточно широко используют также антигистаминные препараты (димедрол, супрастин). Они дают умеренный седативный и гипнотический эффект, усиливают действие анальгетиков и атарактиков. У собак для премедикации в сочетании с фентанилом и дроперидолом достаточно эффективна доза димедрола 2—3 мг/кг внутримышечно. Телятам и овцам препарат можно вводить подкожно в количестве 0,3 мл/кг.

Особенности общей анестезии у экспериментальных животных. Собаки.Анестезия у собак — хорошо разработанный раздел экспериментальной анестезиологии. Широкому использованию собак в экспериментах способствуют их анатомо-физиологические особенности, размеры и возможность применения той же наркозно-дыхательной аппаратуры, что и в клинических условиях.

Премедикацию у собак осуществляют с помощью комбинаций указанных выше препаратов. При использовании для премедикации морфина с атропином препараты следует вводить за 30—40 мин до операции подкожно в область шеи или бедра. Препараты для нейролептаналгезии вводят внутримышечно. При правильной премедикации собака становится вялой, сонливой, перестает реагировать на человека, у нее появляется атаксия. Наблюдается высыхание кончика носа, снижается реакция на раздражение внутренней части ушной раковины. Пульс несколько учащается, дыхание становится ровным. Используя для премедикации морфин, следует помнить о возможности развития метаболического ацидоза. Особенности клинической картины эффективной премедикации зависят от использованных препаратов.

После премедикации подготавливают операционное поле (бритье, мытье кожи раствором мыла и антисептика). Животное фиксируют на операционном столе таким образом, чтобы иметь свободный доступ к крупной вене предплечья или голени Рекомендуется сразу же устанавливать игольчатые электроды для снятия ЭКГ и до индукции в анестезию — катетер в бедренную артерию для инвазивного измерения артериального давления. Если отмечается артериальная гипотония (90/50 — 80/50 мм рт. ст. и ниже), то перед вводной анестезией необходимо осуществить внутривенную инфузию коллоидного плазмозаменителя (желатиноль, полиглюкин) в объеме 150 -400 мл в зависимости от массы тела животного. Для пункции и катетеризации у собак наиболее удобны головная вена, которая расположена на передней поверхности предплечья, и поверхностная вена, которая проходит сзади от икроножной мышцы по латеральной поверхности голени. При необходимости возможна катетеризация наружной яремной вены.

Индукция в анестезию — один из наиболее ответственных этапов анестезиологического пособия у экспериментальных животных. Безусловно, гладкое течение этого периода является важной предпосылкой неосложненного течения эксперимента. Выбор препаратов для вводной анестезии у собак достаточно широк. Основными требованиями к технике индукции являются максимальная простота, быстрый наркотический эффект без выраженной депрессии дыхания и кровообращения, а также без развития у животных моторного возбуждения. После наступления сна собаку укладывают на спину, вводят дитилин и осуществляют интубацию трахеи. Как правило, эта процедура не сложна. Широко открыв пасть собаки с помощью марлевых держалок, окончатыми щипцами или языкодержателем захватывают язык и вытягивают его вперед и вверх. Затем корнцангом захватывают уздечку надгортанника и смещают его кверху, открывая при этом вход в трахею. Вводить интубационную трубку следует без особых усилий, чтобы избежать травмы слизистой оболочки гортани и трахеи. Сразу после интубации начинают ИВЛ. Для собак необходимы интубационные трубки больших размеров, используемые в клинике. Если при раздувании манжетки герметичность дыхательного контура не достигается, следует провести тампонаду трахеи большим марлевым тампоном, так как объем носогортано-ротоглотки у собак большой. Положение интубационной трубки контролируют аускультативно.

При индукции в анестезию с помощью ингаляционных анестетиков целесообразно использовать маски, специально приспособленные для собак (усеченный конус длиной около 15—20 см с основанием диаметром 8—15 см в зависимости от величины морды собаки).

Период поддержания анестезии призван обеспечить достаточно надежную защиту организма животного от операционной травмы и поддержание гомеоста-за путем стабилизации кровообращения, газообмена и метаболизма. Достижение медикаментозного сна, аналгезии, нейровегетативного торможения и миорелаксации — основные компоненты базисной анестезии, которые могут быть обеспечены за счет достаточно широкого спектра современных препаратов. В хирургической стадии общей анестезии у собак отсутствуют роговичный и подошвенный рефлексы, зрачки сужены, гемодинамика стабильная. Для базисной анестезии у собак используют в основном те же анестезиологические средства, что и в клинической практике, за исключением миорелаксантов. Небольшой дозы деполяризующего релаксанта, введенного во время индукции, как правило, достаточно для поддержания релаксации на протяжении 1,5—2 ч экспериментального оперативного вмешательства.

При выходе из состояния общей анестезии основной задачей является быстрое и полное пробуждение. Течение этого периода зависит от применявшихся при поддержании анестезии препаратов. Наиболее быстро собаки пробуждаются после фторотановой анестезии. В периоде пробуждения животное следует положить на бок. Эндотрахеальную трубку можно удалять только после восстановления адекватного самостоятельного дыхания и рефлексов, особенно кашлевого. Довольно часто во время пробуждения у собак наблюдается дрожь, что служит признаком охлаждения и остаточной медикаментозной блокады механизмов терморегуляции. В таком случае животное следует согреть под каркасом. Из клинических признаков наибольшее значение имеет цвет языка, позволяющий быстро заподозрить гиповентиляцию и нарушения газообмена. Только после полного пробуждения и восстановления двигательной активности животное можно перевести в клетку. В течение 1-х суток после операции собак нельзя кормить.

Лабораторные животные мелких и средних размеров. Для ингаляционной и неингаляционной анестезии у мелких лабораторных животных (мыши, крысы и др.) используют специальную аппаратуру и инструментарий, которые, как правило, разрабатывают и создают сами экспериментаторы. Описаны специальные камеры, маски, техника интубации трахеи с помощью миниларингоскопов, тонкой полиэтиленовой трубки, языкодержателей, «лобной» бинокулярной лупы и др. [Коган А. Б., Шитов С. И., 1967; Bailey С. Р. et al., 1977; Reitan J. et al., 1976]. Крыс и мышей можно анестезировать, вводя препараты в хвостовую вену. Эти виды животных не нуждаются в премедикации, однако их следует переставать кормить за 12 ч до эксперимента и все это время содержать в спокойной обстановке. Индукция в анестезию у крыс возможна с помощью подачи ингаляционного анестетика через специальные маски [Reitan J. et al., 1976].

Кошкам необходима премедикация, которая позволяет избежать стадии возбуждения. Неингаляционные препараты для анестезии кошкам можно вводить внутримышечно, внутриплеврально, внутрилегочно, через подъязычную вену или большую подкожную вену голени. Интубация трахеи у кошек возможна, но технически сложна (как и у кроликов), поэтому некоторые авторы рекомендуют для ИВЛ накладывать трахеостому [Holland A. J., 1973; Mersereanu W. A., 1976]. ИВЛ у кошек и кроликов можно проводить с помощью респираторов для новорожденных и системы Эйра [Гиммельфарб Г.Н., 1984].

Для внутривенного введения лекарственных средств у кроликов пунктируют краевую вену уха. Животные этого вида наиболее трудно управляемы при общей анестезии. У них следует использовать комбинации ингаляционных и неингаляционных анестетиков, тщательно контролируя жизненно важные функции.

Наиболее приемлемые варианты общей анестезии у мелких и крупных млекопитающих, птиц и хладнокровных подробно описаны в монографии Г.Н. Гиммельфарба (1984).

Глава 1

НЕКОТОРЫЕ АСПЕКТЫ КЛИНИЧЕСКОЙ ФИЗИОЛОГИИ И ПАТОЛОГИИ ДЫХАНИЯ; ПОКАЗАНИЯ К ИСКУССТВЕННОЙ ВЕНТИЛЯЦИИ ЛЕГКИХ

Сущность дыхания состоит в газообмене между внешней средой и тканями организма. Этот процесс включает все фазы транспорта кислорода и углекислого газа через воздухоносные пути, кровь и ткани.

Поскольку применение искусственной вентиляции легких (ИВЛ) чаще связано с расстройствами функции внешнего дыхания, целесообразно рассмотреть основные факторы, определяющие эту функцию: легочную вентиляцию, рас­пределение газов и крови в легких, диффузию газов из альвеол в кровь легочных капилляров и обратно, механи­ку дыхания.