ИСКУССТВЕННОЕ ОСЕМЕНЕНИЕ

Искусственное осеменение свежей спермой

Практикуется в случаях, если естественная вязка невозможна по ряду причин: кобель и сука живут довольно далеко друг от друга; заводчик намерен осеменить несколько сук или опасается прямого контакта суки с производителем в связи с распространенностью инфекционных заболеваний.

Искусственное осеменение замороженной спермой

Обычно предпринимают, если производитель находится далеко, а отправить свежую сперму не представляется возможным, либо в связи с запретом провозить через границу свежую сперму, либо в случае гибели производителя. В Европе и США существуют банки спермы в национальных собачьих клубах, в научных институтах и в некоторых частных компаниях.

Определение даты осеменения

При наличии свежей спермы процедуру осеменения проводят в день овуляции, а потом через 2 дня повторяют. При использовании замороженной спермы, которая характеризуется сниженной жизнеспособностью, поскольку процессы замораживания и размораживания оказывают негативное воздействие на акросомы и мембраны сперматозоидов, — осеменение осуществляют через 1–2 дня после овуляции, и вторую процедуру проводят через 24 часа после первой. Пробы прогестерона в сыворотке крови служат хорошим индикатором овуляции. Концентрация прогестерона, определяемая радиоиммунным методом, должна поддерживаться на уровне 30 нмоль/л (10 нг/мл) в первый день и между 55 и 75 нмоль/л (18–25 нг/мл) на второй день осеменения. Быстрый иммуноферментный метод (ELISA) определения также подходит для оценки качественного и количественного содержания прогестерона. У лисиц искусственное осеменение позволяет добиваться увеличения численности помета, и при правильном выборе даты оплодотворение наступает в результате одной процедуры.

Техника осеменения

Свежую сперму вводят во влагалище с помощью жесткого пластикового катетера, применяемого для осеменения коров, но укороченного до нужного размера. Катетер снабжен шприцем на 2–5 мл с резиновым поршнем (фиг. 9.6). Необходимо иметь в виду, что не всякий шприц можно использовать, поскольку некоторые типы резин оказывают токсическое воздействие на сперматозоиды.

Вводимый объем не должен превышать 3 мл для крупных пород и 2 мл для мелких, в противном случае сперма может вытекать из половых путей суки. Вульву приподнимают указательным пальцем и постепенно вводят во влагалище пластиковый катетер. После введения каудальный конец катетера приподнимают и ведут вдоль дорсальной стенки влагалища к своду влагалища для того, чтобы избежать попадания катетера в мочевой пузырь, поскольку отверстие уретры располагается на вентральной стенке влагалища. Второй рукой оператор пальпирует шейку матки через брюшную стенку, корректируя продвижение катетера. Сперму вводят медленно, после чего выдерживают самку в течение 10 минут в положении с приподнятым крупом. Поглаживание области вульвы вызывает сокращения матки, способствующие продвижению спермы.

Для осеменения свежей и замороженно-оттаяной спермой в лаборатории автора разработан специальный внутри маточный катетер (фиг. 9.6), состоящий из нейлоновой направляющей и металлического катетера с прикрепленным шприцем. Техника заключается во введении во влагалище направляющей трубки, с металлическим катетером внутри; после того, как трубка коснется свода влагалища, металлический катетер выдвигают вперед и вводят в шейку матки, придерживая ее большим и указательным пальцем через стенку брюшной полости (фиг. 9.7). Канал шейки прямой с незначительными складками и почти полностью раскрыт на стадии эструса, поэтому введение катетера обычнд не вызывает затруднений. Для выполнения процедуры животное поднимают на стол, седация обычно не требуется (фиг. 9.8). Выполнение манипуляции предполагает наличие определенных навыков, занимает у опытного оператора не более 1–2 минут и не причиняет животному дискомфорта. После выполнения внутриматочного осеменения приподнимать тазовую область суки необязательно.

Фиг. 9.6.

^{Три различных вида катетеров с нейлоновой направляющей трубкой, используемых для трансцервикального внутриматочного искусственного осеменения собак. Внизу — обычный пластиковый катетер для коров, укороченный до необходимой длины для интравагинального осеменения у собак}

Фиг. 9.7.

^{Искусственное осеменение собаки с помощью внутриматочного катетера. Поверх катетера надета пластиковая трубка, предотвращающая контаминацию влагалищной микрофлорой или травму слизистой влагалища металлическим катетером}

Фиг. 9.8.

^{Трансцервикалъное искусственное осеменение. Животное находится на столе. Седация обычно не требуется, процедура занимает менее 5 мин.}

Рекомендуемая доза при внутриматочном осеменении замороженно-оттаявшей спермой составляет 100 х 10⁶ сперматозоидов на одно осеменение, однако оплодотворение обеспечивается и меньшим количеством сперматозоидов — 35–40 х 10⁶ на одно осеменение при условии корректного выбора даты проведения процедуры и соблюдения технологии размораживания спермы. Доза 100 х 10⁶/мл основана на результатах экспериментов автора со спермой лисиц, в ходе которых важным параметром являлась численность помета. При осеменении в ходе лапаротомии можно ограничиться еще меньшим количеством спермы, однако, насколько известно автору, подобные эксперименты не проводились.

Несмотря на возможность интравагинального осеменения при использовании замороженно-оттаявшей спермы наилучшие результаты обеспечивает внутриматочное осеменение, позволяющее к тому же снизить дозу спермы.

Если катетеризация невозможна или оператор незнаком с техникой ее проведения, рекомендуется искусственное осеменение в ходе лапароскопии или с применением эндоскопа. В США и Канаде хирургические методы искусственного осеменения являются наиболее распространенными. Однако в большинстве европейских стран интравагинальное осеменение, а также техники с применением катетера и эндоскопа считают более этичными.

ЛИТЕРАТУРА

Andersen К. (1975) Insemination with frozen dog semen based on a new insemination technique. Zuchthygiene 10 , 1.

Evans H. E. and deLahunta A. (1971) Miller's Guide to the Dissection of the Dog. Revised reprint. W. B. Saunders Company, Philadelphia.

Farstad W. (1984a) Bitch fertility after natural mating and after artificialinsemination with fresh or frozen semen. Journal of Small Animal Practice 25 , 561–565.

Farstad W. (1984b) The correlation between a cyclus coefficient basedon cytological indices in the vaginal smear and circulating progesterone in oestrous bitches. Zuchthygiene 19 , 211–217.

Farstad W. (1992) The optimum time for artificial insemination of blue fox vixens (Alopex lagopus) with frozenthawed semen from silver foxes (Vulpes vulpes). Theriogenology 38 , 853–865.

Farstad W. (1996) Semen cryopreservation in dogs and foxes. Proceedings, XIII International Congress on Animal Reproduction and Artificial Insemination, Sydney. Animal Reproductive Science 42 , 1–4, 251–260.

Farstad W. and Andersen Berg К. (1989) Factors influencing the success rate of artificial insemination in the dog. Journal of Reproduction and Fertility 39 , 289–292.

Hofrno P. O. (1988) Studies on Cr/opreservation of Fox Spermatozoa and Evaluation of the Fertilizing Capacity of Frozen-tha/ved Silver Fox Spermatozoa. PhD thesis, Norwegian College of Veterinary Medicine, Oslo.

Kieffer J. P. (1992) Accouplement dans Tespece canine (mating in thecanine species) In: Les Indispensables l'Animal de Compagnie. Reproduction, ed. С. Dumon and A. Fontbonne, pp. 67–73. P. M. C. A. C, Paris.

Kumi-Diaka J. and Badtram G. (1994) Effect of storage on sperm membrane integrity and other functional characteristics of canine spermatozoa: In vitro bioassay for canine semen. Theriogeno/ogv 366. 41 , 1355–1

Laing J. A., Brinley Morgan W. J. and Wagner W. C. (1988) Fertility and Infertility in Veterinary Practice, 4th edn, pp. 10–12. Balliere-Tindall, London.

Linde-Forsberg С. (1995) Artificial insemination with fresh, chilled extended and frozen-thawed semen in the dog. Seminars in Veterinary Medicine and Surgery (Small Animal) 1 , 48–58.

Nothling J. O. and Valkman D. H. (1993) Effect of addition of autologous prostatic fluid on the fertility of frozen-thawed dog semen after intravaginal insemination. Journal of Reproduction and Fertility 47, 325–327.

Oettle E. (1986) Using a new acrosome stain to evaluate sperm morphology. Veterinary Medicine 3 , 263–266.

Roberts S. J. (197 i)Veteri nary Obstetrics and Genital Diseases (Theriogenology), pp. 609, 620. Edwards Brothers Inc., Ann Arbor Michigan, and Ithaca, New York.

Rodriguez-Gil J. E., Montserrat A. and Rigau T. (1994) Effects of hypoosmotic incubation on acrosome and tail structure on caninespermatozoa. Theriogenology 42 , 815–829

Rota A., Strom В. and Linde-Forsberg С. (1995) Effects of seminal plasma and three extenders on canine semen stored at 4ºC. Theriogenology 44 , 885–887.

Silva L. D. M., Onclin K., Snaps F. and Verstegen J. (1995) Laparoscopic intrauterine insemination in the bitch. Theriogenology 43 , 615–623.

Wilson M. (1993) Non-surgical artificial insemination in bitches using frozen semen. Journal of Reproduction and Fertility 47 , 307–311.

ГЛАВА 10